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묵원 증
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1 Biomaterials Research (2000) 4(4) : Biomaterials Research 7 The Korean Society for Biomaterials Lipid liposomex yw x w Characterization of Mixed Local Anesthetics Liposome Formulated from Various Lipids I I,, * Jeong-Ok Lim, Mi-Ryeong Sohn and Woon-Yi Baek* Š f Š fš,* w Š *Medical Research Institute, Dept. of Anesthesiology, Kyungpook National University, School of Medicine, Taegu, , Korea (Received March 28, 2001/Accepted July 18, 2001) The purpose of this study is to evaluate the influence of various lipids on size and leaching property of liposomes. The lipids used for this study are saturated fatty acids, such as phosphatidylcholine(egg PC), cholesterol(ch) and glycerol dilauroyl(dilaurin), phosphatidylglycerol dipalmitoyl(dppg), phosphatidylglycerol distearoyl(dspg), and phosphatidylcholine distearoyl(dspc), and phosphatidylcholine diarachidoyl(dapc) and unsaturated fatty acids such as phosphatidylcholine dioleoyl(dopc), and phosphatidylcholine β-arachidonoyl γ-palmitoyl(appc). It was observed from the liposomes composed of the given saturated fatty acids for this study, the liposomal size decreased with the increase in carbon number. The paricle size of the liposome consisted of DSPC was smaller than that of DSPG. In case of liposomes prepared from unsaturated fatty acid, the particle size was smaller than that from saturated one. The smallest particle size was obtained from PC/CH lipid composition containing APPC(mean diameter : 1.03 µl). Leaching of drugs increased with time in most of the liposomes. In case of liposomes containing Dilaurin and DPPG, the leaching was fast. The liposome containing DOPC revealed 0.86% leaching after 10 days and liposome containing APPC didn't show any leaching for extended period of time. Key words: Liposome, Lipid, Local anesthetic, Phosphatidylcholine, Leaching hospholipid dš liposomef i ftf P biomembrane e Š f f Œf df Š f x f. f e fdš Š fš liposomef fdš f hf d Š f Š. 1-3) Liposome f encapsulation h f h f liposomef fdš, l, melanin h f f lf f h Š w h encapsulation z ~f w ~ Œ whf f u Š f f. 4-10) Liposomef fd Š hf f eš ih liposome hœf ƒ h, hœ ih f x ff Š Š f lš. Elisende 11) f liposome ih ph, cholesterolf, lipidf Šh, sonication time f hf encapsulation x *sf hf jolim@knu.ac.kr f i f, Kunikazu 12) dipalmitoyl phosphatidylcholine cholesterolf dš liposome f lipidf ŒŠ solventf i hf encapsulation Š Š. Š Niemiec 13) f hd f nonionic liposomef Š Š f Weiner 14) negative Šhf lipid dš liposomef x Š. liposomef fdš ŒŠ wh f hf hš hœf Š eš t lipidf Œ, Œ ~ liposomef h f f Š. l dš lipidf i, l Œl f ~, Œ rf fš liposomef ff} f Œ ih f leaching f Š. x 117

2 118 fh Á Á df dš wh Sigma(St. Louis, MO, USA)f lidocaine base tetracaine base dš. Lipids liposome hi Š d Sigma(St. Louis, MO, USA) f phosphatidylcholine(egg PC), cholesterol(ch), glycerol dilauroyl(dilaurin), phosphatidylglycerol dipalmitoyl(dppg), phosphatidylglycerol distearoyl(dspg), phosphatidylcholine distearoyl(dspc), phosphatidylcholine dioleoyl(dopc), phosphatidylcholine diarachidoyl(dapc), phosphatidylcholine β-arachidonoyl-γ-palmitoyl(appc) f fš dš f PC DOPC chloroform dš solution typef, d powder typef dš. Liposome ŒŠ whf 3%(w/w)(lidocaine 2.5 wt%, tetracaine 0.5 wt%) Š f lipid PC CH f Š 3i f ŒŠllf dš d lipidf i ŒŠ ef Table 1. Lipid 200 mgf ŒŠ w h Š 25 ml round bottomed flask chloroformf t Š vortex mixer h dš ~ rotary evaporator (BUCHI R-114, Swiss) dš flask f filmf Œ chloroformf h l 100 mmhg, 20 o C 1 iš. Tris-EDTA (TE) buffer 0.6 ml t Š vortex 20 Œ ~ multilamella liposomef eš sonicator(branson, UK) 20 sonication Š. (-70Á) Š ( ) hf 3 Š uihf liposomeœ wh. Œ l f f l liposomef h Brookfield DV- II(MA, USA) fdš 26 o C, 0.1 rpm whš. Liposome Ÿwx Liposomef slide glass Š (Olympus BX40, Japan)f dš 200 e rš f Table 1. Lipid compositions and ratios of liposome formulations Formulation Lipid composition Mixture ratio (w/w/w) 1 PC/CH/Dilaurin(C12:0) 5 : 3 : 2 2 PC/CH/DPPG(C16:0) 5 : 3 : 2 3 PC/CH/DSPG(C18:0) 5 : 3 : 2 4 PC/CH/DSPC(C18:0) 5 : 3 : 2 5 PC/CH/DAPC(C20:0) 5 : 3 : 2 6 PC/CH/DOPC(C18:1) 5 : 3 : 2 7 PC/CH/APPC(C20:4) 5 : 3 : 2 PC : phosphatidylcholine CH : cholesterol Dilaurin : glycerol dilauroyl DPPG : phosphatidylglycerol dipalmitoyl DSPG : phosphatidylglycerol distearoyl DSPC : phosphatidylcholine distearoyl DAPC : phosphatidylcholine diarachidoyl DOPC : phosphatidylcholine dioleoyl APPC : phosphatidylcholine arachidonoyl palmitoyl r digital camera(sv Micro, USA) fd Š y hgš. j» leaching ratio d Liposomef ff} leaching ratio IMT(Image and microscope technology, Foresthill, CA, USA) software dš Š. ff} ihl e h igš ~eœ Œf Œ ff f l f whš f, leaching ratio ihš hœf 10f Š 2f f swš h Š crystalf h (%) ~ 1 5 e rš f f dš. 1. Liposome s hi liposomef Š lf Figure 1 ~ f fff } Table 2 ~. Œl ~ head groupf l f ~ 12 20f l Š liposomef h 178,000 cps, 202,000 cps, 210,500cps, 216,700 cps, 241,600cps l Š ff fš Œf Œ Š f fff } f l f. l ~ 12f Dilaurinf dš d(hœ 1) ff fš f Œ~ ~ fff } whš ef hil hf leaching f. ~ 16f DPPG dš d(hœ 2), fš ~eœf ff Œ Š f 4.06~13.55 µmf 7.51 µm } ff ~ f leaching fš needleœf hf igš. ~ 18f DSPG dš d(hœ 3), ff} 5.76 µm hœ 2 f Š ~ef ff ~ f leaching fš hœ f. hœ 3 Š fš l f ~ l f f headgroupf phosphatidylcholinef hœ 4f d, f f f hš Œf fš ~ ff } 3.58 µm hœ 3 f. needleœf h f hthf hfff rš f. Headgroupf phosphatidylcholinef lipid dš d hœf ff Table 2. Particle size of liposomes composed of various lipids diameterg(µm) Formulations min max mean SD Biomaterials Research 2000

Lipid의 종류에 따른 liposome형 혼합국소마취제의 제형에 관한 연구 I Figure 1. 119 Light micrograph of liposomes prepared from various lipids. (10 days after liposome preparation).

3 Lipid의 종류에 따른 liposome형 혼합국소마취제의 제형에 관한 연구 I Figure Light micrograph of liposomes prepared from various lipids. (10 days after liposome preparation). a: PC/CH/Dilaurin b: PC/CH/DPPG c: PC/CH/DSPG d: PC/CH/DSPC e: PC/CH/DAPC f: PC/CH/DOPC g: PC/CH/APPC 일한 구형을 형성함을 알 수 있었다. 지방산 불포화도의 영향 탄소수 18에 이중결합 1개를 가진 DOPC를 사용한 경우(제 형6), 입자 분포는 0.45~4.07 µm이며 평균 1.17 µm로 동일 한 탄소수의 포화지방산을 사용한 제형 4와 비교할 때 입자가 더 작고 균일하였으며 leaching 현상도 전혀 나타나지 않았다. 탄소수 20에 이중결합 4개를 가진 APPC를 사용한 경우(제형 7), 0.45~5.76 µm의 상당히 고른 입자분포를 나타내었는데 평 균입자크기는 1.03 µm로 상기 제형 중 가장 작았으며 제형 6 과 마찬가지로 leaching에 의한 결정은 없었다. 2. 시간에 따른 약제의 leaching ratio Liposome 제형은 조제 후 시간이 경과함에 따라 약물의 leaching ratio가 점차 증가하는 경향이 있었으며 사용한 lipid 에 따라 증가율에 다소 차이가 있었다 (Figure 2). 제형 1의 경우, 조제직후에는 결정이 없었으나 2일 후부터 점차 증가하 여 10일 경과 후에는 전체면적의 약 15%를 차지하였으며 결 정의 모양은 plate 형상을 나타내었다(Figure 3a). 제형 3은 조제직후 이미 5.4%의 결정이 형성되어 있으며 시간이 경과함 에 따라 그 비율은 점차 증가하여 10일 경과 후에는 22.3% 로서 전체 제형 중 가장 높은 비율을 나타내었다. 제형 4의 경우, 조제직후 2.9%의 결정이 형성되어 있었고 6일 후에는 4.2%, 10일 경과 후에는 7.9%로 점차 증가하였으나 제형 3 보다 조제직후 및 조제시간 경과 후 결정의 생성비율은 훨씬 낮은 편이었다. 제형 3과 4의 결정은 needle형도 일부 있으나 Figure 2. storage. The change in leaching ratio of liposomes during 10 days 대부분이 stick형 (Figure 3b)이었으며 길이가 50~600 µm로 상당히 긴 형상이었다. 제형 5의 경우, 조제직후 1.8%, 4일 후 3.1%이었고 10일 후에는 3.6%를 나타내어 시간경과에 따 른 결정의 증가비율이 상당히 완만하였으며 상기 제형들에 비 해 조제직후 및 10일 경과 후의 결정 생성율이 현저히 낮음을 알 수 있다. 결정의 모양은 needle형이었으며 (Figure 3c) needle의 길이는 약 10~50 µm이었다. 불포화지방산을 사용한 제형 6과 7은 조제직후 결정이 생성되지 않았으며 10일 경과 후 제형 6은 1% 미만의 결정이 생성되었고 제형 7은 결정이 생성되지 않았다. 전체적으로 볼 때 제형 4~7이 제형 1~3에 Vol. 4, No. 4

임정옥 손미령 백운이 120 Figure 3. Crystal form of leached liposomes. 결 론 비해 leaching ratio가 낮은 것으로 나타났다. 고 찰 Liposome 제형의 점도, 입자모양 및 입자크기는 사용한 lipid의 종류에 따라 다르게 나타났다.

4 임정옥 손미령 백운이 120 Figure 3. Crystal form of leached liposomes. 결 론 비해 leaching ratio가 낮은 것으로 나타났다. 고 찰 Liposome 제형의 점도, 입자모양 및 입자크기는 사용한 lipid의 종류에 따라 다르게 나타났다. Lipid를 구성하는 지방산 이 포화지방산인 제형 1~5의 경우, 탄소수가 증가할수록 lipid 의 분자량이 증가하여 점도가 높아졌다. 입자의 모양도 비구형 이나 타원형이었던 것이 완전 구형으로 되었으며 입자의 크기 도 점차 작아졌다. 동일한 탄소수를 나타내지만 headgroup이 다른 경우 입자의 모양에 차이를 나타내었는데 phosphatidylglycerol을 가진 제형 3보다 phosphatidylcholine을 가진 제형 4가 훨씬 입자모양도 균일하고 크기도 더 작아 지방산의 headgroup의 영향이 큰 것으로 나타났다. 불포화지방산을 사 용함으로서 liposome 제형은 포화지방산보다 훨씬 더 작고 균 일한 입자를 나타내었다. 탄소수 20에 이중결합을 4개 함유한 제형 7이 전체제형 중 단위면적당 입자수가 가장 많았고 입자 의 평균크기도 가장 작았으며 고른 분포를 나타내었다. 균일하 고 작은 입자의 liposome을 만들기 위해서는 사용하는 lipid가 포화지방산일 경우 탄소수가 높고 headgroup이 ~choline인 phospholipid를 사용하는 것이 좋으며 포화지방산보다는 불포 화지방산을 사용할수록 제형은 더욱 우수해지는 것으로 나타났다. 포화지방산을 사용한 제형들은 대부분 조제직후에도 leaching 에 의한 약물의 결정화를 관찰할 수 있었으며 제형 5를 제외 하고는 보관 중 leaching ratio가 크게 증가하였으며 결정의 크기도 큰 편이었다. 제형 5는 조제직후 이미 작은 needle형 의 결정이 형성되어 있었으나 시간경과에 따라서는 결정량이 크게 증가하지 않고 유지되는 경향이었다. 제형 6과 7은 조제 직후 뿐만 아니라 10일간 보관중에도 거의 결정이 생성되지 않아 encapsulation 안전성이 높게 나타났는데 이는 lipid의 불포화도의 영향인 것으로 생각되며 차후연구에서는 장기간 보 관실험, oxidation에 의한 liposome의 미세구조변화를 정밀분 석 하고자 한다. 생성된 crystal의 모양과 비율은 약효와 상당 히 밀접한 관련이 있을 것이며 결정이 크고 많을수록 약제의 피부침투가 어려워져 약효는 떨어질 것으로 예상되는데 차후 상기 제형들의 임상실험을 통해 약효와 보관안정성에 대한 추 가연구가 뒤따라야 할 것으로 사료된다. Biomaterials Research 2000 본 연구는 liposome을 이용한 혼합국소마취제의 조제에 있 어서 사용한 lipid의 종류에 따른 liposome 입자의 크기 및 보관 중 leaching ratio의 변화에 대해 조사하였다. Lipid는 3 종류를 사용하였는데 phosphatidylcholine과 cholesterol을 기 본으로 하여 Dilaurin, DPPG, DSPG, DSPC, DAPC 등의 포화지방산과 DOPC, APPC등의 불포화지방산을 사용하였다. 포화지방산을 사용한 liposome의 경우 탄소수가 증가할수록 입 자크기는 작아지고 분포는 균일하였다. 동일한 탄소수를 가진 경우, phosphatidylcholine headgroup을 지닌 DSPC가 phosphatidylglycerol headgroup을 가진 DSPG보다 입자의 크기는 더 작았다. 포화지방산 보다 불포화지방산을 사용한 경우, 입 자는 더 균일하고 작았다. APPC를 사용한 liposome 제형이 전체 제형 중 가장 균일하고 작은 입자를 형성하였으며 평균 입자의 크기는 1.03 µm이었다. Liposome 제형은 보관중 leaching ratio가 점차 증가하는 경향이었으며 저급 포화지방산 인 Dilaurin과 DPPG의 경우, leaching ratio의 증가율이 가장 높았다. 반면 DOPC로 구성된 제형은 10일 경과 후 1% 미만 의 결정이 생성되었으며 APPC의 경우 전혀 생성되지 않았다. 감사의 글 이 논문은 한국과학재단 목적기초연구( ) 지원으로 수행되었습니다. 참고문헌 1. O. B. Falco, H. C. Korting, and H. I. Maibach, Liposome dermatics, Springer-Verlag, Germany, (1992). 2. A. S. Janoff ed., Liposomes : Rational Design, Marcel Dekker, Inc., New York, (1999). 3. M. H. Schmid and L. Korting, Liposomes: a drug carrier system for topical treatment in dermatology, Crit. Rev. Ther. Drug Carrier Syst.,, (1994). 4. R. M. Hoffman, Topical liposome targeting of dyes, melanins, genes, and proteins selectively to hair follicles, J. Drug Target,, (1998). 5. L. Li and R. M. Hoffman,, Topical liposome delivery of molecules to hair follicles in mice, J. Dermat.. Sci.,, (2) 14

5 Lipidf i liposomeœ ŒŠ whf hœ Š I 121 (1997). 6. O. R. Hung, L. Comeau, M. R. Riley, and S. Tan, Comparative topical anesthesia of EMLA and liposome encapsulated tetracaine, Can. J. Anaesth., 44(7), (1997). 7. J. J. Mowat, M. J. Mok, B. A. MacLeod, and T. D. Madden, Liposomal bupivacaine.g Extended duration nerve blockade using large unilamella vesicles that exhibit a protong gradient, Anes-thesiology, 85(3), (1996). 8. J. G. Boogaerts, N. D. Lafont, S. Carlino, E. Noel, P. Raynal, G. Goffinet and F. J. Legros Biodistribution of liposome-associated bupivacaine after extraduralg administration to rabbits, Br. J. Anaesth., 75(3), (1995). 9. R. Fisher, M. Murphy, O. Jung, M. Mezei, and R. Stewart, Absorption of liposome-encapsulated tetracaine versus nonliposome-encapsulated tetracaine from open wounds in rabbits, Am. J. Emerg. Med., 12(5), (1994). 10. Y. Iwasaki, S. Tanaka, M. Hara, K. Ishihara, and N. Nakabayashi, Stabilization of liposomes attached to polymer surfaces having phosphorylcholine group, J. Colloid and Interface Sci., 192, (1997). 11. C. Elisenda, G. Montserrat, and E. Joan, Factors influencing the encapsulation ofgthioguanine in DRV liposomes, Inter. J. Pharma., 143, (1996). 12. M. Kunikazu, M. Kazuo, and I. Motoharu, Encapsulation characteristics of nystatin ingliposomes: effects of cholesterol and polyethylene glycol derivatives, Inter. J. Pharma., 188, (1999). 13. S. M. Niemiec, C. Ramachandran, and N. Weiner, Influence of nonionic liposomalg composition on topical delivery of peptide drugs into pilpsebaceous units-an in vivo studygusing the hamster ear model, Pharma. Resear., 12(8), (1995). 14. W. Norman, Targeted follicular delivery of macromolecules via liposomes, Inter. J. Pharma., 162, (1998). Vol. 4, No. 4

12.077~081(A12_이종국).fm

12.077~081(A12_이종국).fm J. of Advanced Engineering and Technology Vol. 1, No. 1 (2008) pp. 77-81 y w» e wx Á w œw Fabrication of Ceramic Batch Composition for Porcelain by Using Recycled Waste Ceramic Powder Hyun Guen Han, and