Original Article 운동과학, 2015년, 제24권 제3호. Exercise Science, 2015, Vol.24, No.3. http://dx.doi.org/10.15857/ksep.2015.24.3.297 pissn 1226-1726 eissn 2384-0544 유산소운동이 2형 당뇨쥐 골격근 미토콘드리아의 PGC-1α, AMPK 및 SOD 발현에 미치는 영향 김상배 1), 김종오 2), 윤진환 2), 김대성 3), 이상학 4)* 1) 강원대학교 스포츠과학부 2) 한남대학교 생활체육학과 3) 서남대학교 생활체육학과 4) 청주대학교 생명과학과 Sang-Bae Kim, Jong-Oh Kim, Jin-Hwan Yoon, Dae-Sung, Kim, Sang-Hak Lee (2015). Effects of Aerobic Exercise on PGC-1α, AMPK and SOD Expression of Skeletal Muscle in 2Type Diabetic Rats. Exercise Science, 24(3): 297-303. PURPOSE: The purpose of this study was to investigate the effect of aerobic exercise on PGC-1α, AMPK and SOD expression of skeletal muscle in type diabetic rats. METHODS: Thirty male C57BL/KsJ-db/db of 7 weeks old, were used. Experimental groups were randomly divided into 3 groups: DM (diabetic control group, n=10), DM+Ex (diabetic exercise group, n=10), CON (control group, n=10). In the exercised groups, the mice exercise treadmill for 30 min/day (14-16 m/min), 5 days/week for 8 weeks. RESULTS: Data analysis was done by computer using SPSS (Ver.18.0) and one-way ANOVA; the results of this study are as follows: the DM+Ex group showed a significant increase in PGC-1α, AMPK and SOD activity of mitochondrial proteins compared to the control DM group (p<.05). CONCLUSIONS: In conclusion, regular mid-intensity exercise increases the activity of mitochondrial proteins (PGC-1α, AMPK and SOD) of skeletal muscle of 2 type diabetic rats. And than the exercise is considered a helpful way to improve mitochondrial function and insulin sensitivity. Key words: mitochondria, treadmill exercise, insulin resistance 주요어: 미토콘드리아, 트레드밀 달리기, 인슐린저항성 Ⅰ. 서론 제2형 당뇨의 특성은 대다수가 성인에서 발병하며, 유전적 성 향이 강하기 때문에 당뇨병의 유전적 원인을 규명하려는 연구가 일찍부터 진행되어 왔으나 원인은 잘 알려져 있지 않다 [2]. 이와 같은 유전적 원인을 규명하는데 중요한 위치를 차지하고 있는 것은 모계유전을 담당하고 있는 미토콘드리아의 역할이다. 미 토콘드리아 DNA가 당뇨병과 관련이 있으리라는 것은 미토콘드 리아 질환에서 당뇨병이 흔히 발견되고, 제2형 당뇨병 환자 중 모계유전이 더 우세한 사실로 추측되어 왔다 [22]. 미토콘드리아 의 세포호흡 속도는 상황에 따라 아주 민감하게 변하는데 호흡 에 갑작스런 상황변화가 일어나면 미토콘드리아는 분자수준에 서 그 변화에 적응해야 한다 [37]. 이러한 변화에 대한 반응은 예정된 세포죽음을 담당하는 caspase(cysteine-dependent aspartate-specific protease)를 활성화하여 미토콘드리아 단백질을 분해 하고 분해된 단백질 가운데 일부가 활성화 되어 DNA 같은 세포 의 다른 구성성분을 손상시킨다 [30]. 따라서 미토콘드리아 DNA 와 당뇨와의 관계를 연구함에 있어서 미토콘드리아 DNA의 발현 에 관여하는 당뇨관련 단백질들의 기능은 중요한 요인이다. PGC-1α(peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator 1-alpha)는 미토콘드리아의 생성과 세포호흡관련 유전 자의 발현에 관여하는 전사보조인자로서 미토콘드리아 생합성 의 마스터조절자이며, 운동에 대한 반응으로 골격근에서 빠르게 유도되어 지구성운동 수행능력을 증가시킨다 [26, 27]. 그러나 PGC-1α의 발현이 감소하면 운동 적응력이 감소하고, 급성염증, 미토콘드리아 근질환이 발생하기 쉽다 [7,8]. PGC-1ɑ는 본질적으 로 비만, 당뇨, 심근증 대사증후군 같은 장애와 관련이 있으며, 특히 지방대사 조절기능은 비만과 당뇨 치료에 있어서 병리학적 교신저자: 이상학, 2594119@gmail.com Tel: +82-43-229-8525, Fax: +82-43-229-8525 이 논문은 2012년 정부(교육부)의 재원으로 한국연구재단의 지원을 받아 수행된 연구임(NRF-2012S1A5B5A07036123) Received 30 Jun. 2015, Revised 21 Jul. 2015, Accepted 4 Aug. 2015
운동과학, 2015년, 제24권 제3호, 297-303 조정을 위해 권유되는 목표 단백질이다 [21]. 산화성 세포는 에너 지요구나 세포분화 같은 자극에 반응하여 미토콘드리아의 양을 증가시킨다. 이런 가소성은 세포가 필요한 산화능력을 획득하 여 활발하게 적응할 수 있도록 해준다. PGC-1ɑ는 미토콘드리아 생합성을 포함한 척추동물 에너지대사의 여러 면에서 핵심조절 자로 여겨지고 있으나 [32], 미토콘드리아 생합성 유발에 관련된 경로는 아직 잘 밝혀져 있지 않다 [34,35]. AMPK(AMP-activated protein kinase)는 비만과 2형 당뇨를 포함 하는 대사질환의 잠재적 목표물질이며, 에너지 대사를 조절하는 키 플레이어로서 당뇨와 대사관련 질병연구의 중심에 있다. AMPK의 활성은 근육으로 글루코오스의 유입을 증가시키고 간 과 지방조직에서 지방산 산화를 감소시키며 미토콘드리아의 생 합성을 증가시킨다. Stride et al [31]은 AMPK의 활성이 쥐의 심근 에서 미토콘드리아의 정상기능과 산화를 위해 필수적이며 AMPK 활성 감소는 미토콘드리아 산화 감소로 이어져 에너지 상 태 변화를 유발한다고 하였다. 지금 까지 많은 연구들이 직간접 적으로 AMPK를 활성화하는 새로운 요인을 찾는데 주력하고 있 다 [38]. AMPK는 세포스트레스, 운동, 세포대사에 충격을 주는 호르몬에 대한 반응으로 활성화 된다. 유전이나 약리학적 연구 에서 AMPK는 글루코오스 항상성 유지에 필수적이며, 대사와 세 포의 에너지 상태를 모니터링하는 통합신호조절자 역할을 담당 한다 [39]. 최근 인슐린 저항성 설치류에서 AMPK의 약리학적 활 성이 혈당의 항상성을 개선하였다는 보고는 AMPK가 2형 당뇨의 치료에 있어 새로운 목표물이 될 수 있음을 암시하는 것이다. 이와 더불어 운동과 항당뇨성 약물이 최근 AMPK를 활성화 하는 것으로 보고되고 있다 [33]. SOD(superoxide dismutase)는 과산화물이온의 산화-환원반응 을 촉매하는 세포 내 주요 항산화제이다. 세포내 과산화물 생성 수준은 효소나 비효소계의 다양한 방어체계에 의해서 조절되나 [36], 당뇨병으로 인해 항산화 방어체계에 장애가 생기면 SOD나 CAT(catalase)와 같은 항산화효소의 발현 수준이 변하게 된다 [23]. 항산화물은 ROS 생성의 조절이상, 단백질 손상, DNA 나선 구조 파괴로부터 개체를 보호하고 골격근 인슐린 감수성에 중요 한 역할을 한다 [18]. 2형 당뇨와 관련하여 미토콘드리아의 에너지대사와 apoptosis 연구에 많은 관심이 집중되면서 인슐린 저항성과 감수성에 대한 미토콘드리아의 분자적 메커니즘에 관여하는 단백질 연구의 중 요성이 인식되고 있다. 그러나 2형 당뇨에서 미토콘드리아의 기 능이상을 초래하는 분자적 메커니즘은 거의 알려져 있지 않은 실정이다. 따라서 본 연구는 미토콘드리아 기능이상에 영향을 미치는 여러 요인 중 미토콘드리아의 생성과 세포호흡관련 유전자의 발 현에 관여하는 전사보조인자 PGC-1α, 골격근에서 미토콘드리아 생합성과 산화능력을 증가시키는 AMPK 그리고 과산화물 위험 수위로부터 세포를 보호하는 SOD의 활성을 2형 당뇨 쥐의 골격 근 조직세포에서 운동과 관련하여 측정하고자 하였다. Ⅱ. 연구 방법 1. 연구 대상 본 연구는 2형 당뇨 쥐(C57BL/KsJ-db/db, 7주령)를 실험동물로 하여 트레드밀에서 달리기 운동을 8주간 적용하였다. 실험 종료 후 골격근 조직을 적출한 후 조직세포의 미토콘드리아의 생성과 세포호흡관련 유전자의 발현에 관여하는 전사보조인자 PGC-1α, 골격근에서 미토콘드리아 생합성과 산화능력을 증가시키는 AMPK 및 superoxide 위험수위로부터 세포를 보호하는 SOD(superoxide dismutase)의 발현을 SDS-PAGE 및 ImmunoBlotting 법으 로 정량화하여 확인하였다. 2. 연구 방법 1) 실험동물 및 훈련방법 본 실험에 사용된 동물은 3일간의 환경(온도는 22-24, 습도 는 60%, 명암주기 12시간) 적응 기간을 거친 후에 적응 여부를 판단하여 무작위 표본 추출에 의해서 통제집단(n=10, 당뇨집단 (n=10), 당뇨운동집단(n=10)으로 선정하였다. 당뇨운동집단은 8 주간, 주당 5회, 매회 30분씩 Bedford et al [1]의 방법에 따라 중강 도(14-16 m/min; VO₂max 60-70%) 지구성 트레드밀 운동을 실시 하였다. 2) 혈당측정 첫 운동 시작 전부터 운동이 끝나는 8주차 까지 매주 8시간 공복을 유지한 다음 꼬리 정맥에서 혈액을 채취하여 혈당을 확 인하였다. 3) 조직시료의 준비 모든 동물은 훈련을 실시한 후 48시간 경과 후에 마취시킨 다 음 골격근을 적출하여 증류수로 혈액을 완전히 제거하고 4 0.25 M sucrose를 포함하는 5 mm potassium phosphate buffer(ph 6.5) 용액을 각 시료조직의 3배(w/v) 가한 후 Autohomogenizer (Rikakikai GTR-1000)로 파쇄 하였다. 파쇄한 시료액을 1,000g에 서 15분간 3회 원심분리 하여 핵을 제거하고, 다시 이 시료액을 298 김상배, 김종오, 윤진환, 김대성, 이상학
10,000g에서 30분간 1회 원심분리 하였다. 상등액은 20,000 g에서 30분 간 1회 원심분리 하여 침전물은 미토콘드리아 분리를 위한 시료로 사용하고 상등액은 세포기질 용액으로 사용하였다. 4) 미토콘드리아 분리 미토콘드리아 분리는 4 에서 Cadenas et al [4]의 방법에 따라 실시하였다. 실험동물은 마취 후에 경추 도살하여 조직을 적출 하였다. 적출한 조직은 CP-1(100 mm KCl; 50 mm Tris, 2 mm EGTA, ph 7.4) 용액에 담갔다. 담근 조직을 소량 잘라 다시 CP-1 용액으로 씻은 다음 4 CP-2용액(100 mm KCl, 50 mm Tris, 2 mm EGTA, 1 mm ATP, 5 mm MgCl2, 0.5% (w/v) BSA, 210 unit/100 ml protease (subtilsin) ph 7.4)에 담그고 4분 동안 저어주었다. 그런 다음 CP-2 용액으로 파쇄 하였다. 파쇄액은 4, CP-2용액 에 다시 담그고 6분 이상 저어준 후 원심분리를 이용하여 미토 콘드리아를 분리하였다. 시료액(crude)은 미토콘드리아 분획을 얻기 위하여 10,000 g(refrigerated centrifuge, Hitachi 20 PR-52D)에 서 15분간 3회 원심분리한 후 핵을 제거하고 상등액은 다시 20,000 g에서 30분간 원심분리 한 후 침전물을 취하여 175 mm NaCl 및 0.25M sucrose 포함하는 5 mm Tris-HCl buff(1:3, w/v)(ph 9.0)로 재현탁시켜 25,500 g에서 30분 원심분리 하여 순수한 미토 콘드리아 침전물을 얻었다. 5) 단백질 활성측정 단백질의 활성정도는 nitrocellulose membrane을 Bioprofile image analysis system(vilber Lourmat, France)으로 사진을 찍은 후 BIO-ID++ 소프트웨어를 이용하여 분석하였다. 7) 자료처리 방법 측정된 결과들은 SPSS program을 이용하여 각 항목에 대한 평 균(mean) 및 표준오차(standard error mean; S.E.M.)를 산출하였 다. PGC-1α, AMPK와 SOD 발현에 대한 집단 간 차이는 일원분산 분석(one-way analysis of variance; ANOVA)을 이용하였으며, 구체 적인 사후검정은 Duncan의 방법을 이용하였다. 유의수준은 p<.05로 설정하였다. Ⅲ. 연구 결과 1. PGC-1ɑ의 발현 <Fig. 1>은 근육세포의 미토콘드리아에서 발현하는 PGC-1ɑ 의 그룹 간 발현정도를 면역전기영동법을 통해서 확인하고 각 집단 간의 발현을 그래프로 나타낸 것이다. 본 실험에서 나타난 통제집단(CON)과 당뇨운동집단(D.M-Ex) 및 당뇨집단(D.M)의 PGC-1ɑ 발현정도는 그림에서 보는 것처럼 각 집단 간 유의한 발현 차이를 나타내고 있다[(2, 27)=313.656, p=.000]. 통제집단과 비교했을 때 당뇨집단의 발현은 매우 낮게 나타났으며, 당뇨운 동집단 또한 통제집단에 비해 낮은 발현을 나타냈다. 반면 당뇨 운동집단은 당뇨집단과 비교했을 때 상대적으로 높은 발현을 보였다. 6) PGC-1ɑ, AMPK, SOD 를 위한 Immunoblotting Gel 상의 단백질을 semidry blotting system(trana-blot SD, Bio-rad)에서 15 mm Tris-glycine buffer를 사용하여 25V에서 30분 동안 nitrocellulose membrane에 transfer 시켰다. Membrane을 3% BSA/TBS에 넣고 1시간 동안 blocking 시킨 다음 TBS용액에서 10 분간씩 3회 세척하였다. 0.5% BSA/TBS를 사용하여 1:1000으로 희석한 1차 항체(PGC-1ɑ, AMPK, SOD에 대한 항체)용액에 membrane를 넣고 25 에서 1시간 동안 shacking 시킨 후 TBS용액으 로 10분간씩 2회 세척하여 membrane에 결합하지 않은 1차 항체 를 씻어주었다. Anti-rabbit IgG(2차항체)를 0.5% BSA/TBS를 사용 하여 1:2000으로 희석시킨 용액에 membrane를 넣고 1시간 동안 shacking 시킨 후 항원과 결합하지 않은 2차 항체를 TBS용액으로 10분간씩 3회 세척하였다. Chloronaphtol 및 H2O2의 혼합액으로 반응시킨 후 증류수로 세척하여 반응을 정지시켰다. Fig. 1. The comparison of activity of PGC-1α between the three groups after 8weeks exercise. CON, Control; D.M, Diabetes Mellitus; D.M-Ex, Diabetes Mellitus treated with treadmill exercise. a=con; b=d.m-ex; c=d.m. The data was represented as the mean ± SD. c: p<.05 vs. Con; b: p<.05 vs. DM by Duncan test. 유산소운동이 2형당뇨쥐 골격근 미토콘드리아의 PGC-1α, AMPK 및 SOD 발현에 미치는 영향 299
운동과학, 2015년, 제24권 제3호, 297-303 2. AMPK의 발현 <Fig. 2>는 근육세포의 미토콘드리아에서 발현하는 AMPK의 그룹 간 발현정도를 면역전기영동법을 통해서 확인하고 각 그 룹 간의 발현을 그래프로 나타낸 것이다. 본 실험에서 나타난 통제집단(CON)과 당뇨운동집단(D.M-Ex) 및 당뇨집단(D.M)의 AMPK 발현정도는 그림에서 보는 것처럼 각 집단 간 유의한 발현 차이를 나타내고 있다[(2, 27)=534.692, p=.000]. 통제집단 과 비교했을 때 당뇨집단의 발현은 낮게 나타났으며, 당뇨운동 집단 또한 통제집단에 비해 낮은 발현을 나타냈다. 반면 당뇨 운동집단은 당뇨집단과 비교했을 때 상대적으로 높은 발현을 보였다. Fig. 3. The comparison of activity of SOD between the three groups after 8weeks exercise. CON, Control; D.M, Diabetes Mellitus; D.M-Ex, Diabetes Mellitus treated with treadmill exercise. a=con; b=d.m-ex; c=d.m. The data was represented as the mean ± SD. c: p<.05 vs. Con; b: p<.05 vs. DM by Duncan test. Ⅳ. 논의 2형 당뇨는 골격근과 지방조직의 인슐린저항성, 간의 당신생 Fig. 2. The comparison of activity of Ampk between the three groups after 8weeks exercise. CON, Control; D.M, Diabetes Mellitus; D.M-Ex, Diabetes Mellitus treated with treadmill exercise. a=con; b=d.m-ex; c=d.m. The data was represented as the mean ± SD. c: p<.05 vs. Con; b: p<.05 vs. DM by Duncan test. 3. SOD의 발현 <Fig. 3>은 근육세포의 미토콘드리아에서 발현하는 SOD의 그룹 간 발현정도를 면역전기영동법을 통해서 확인하고 각 집 단 간의 발현을 그래프로 나타낸 것이다. 본 실험에서 나타난 통제집단(CON)과 당뇨운동집단(D.M-Ex) 및 당뇨집단(D.M)의 SOD 발현정도는 그림에서 보는 것처럼 각 집단 간 유의한 발 현 차이를 나타내고 있다[(2, 27)=879.669, p=.000]. 통제집단과 비교했을 때 당뇨집단의 발현은 낮게 나타났으며, 당뇨운동집 단 또한 통제집단에 비해 낮은 발현을 나타냈다. 반면 당뇨운 동집단은 당뇨집단과 비교했을 때 상대적으로 높은 발현을 보 였다. 조절의 결함, 인슐린감수성에 대한 인슐린 분비조절의 결함 등 으로 특징 지워진다 [14]. 2형 당뇨에서 인슐린 저항성의 원인은 골격근과 지방조직에서 인슐린 신호전달체계의 결함이나 개인 의 식습관, 운동습관과 관련된 유전적 결함 등이 있다. 2형 당뇨 환자의 골격근에서는 인슐린저항성 환자 뿐 아니라 세포 밖의 당을 세포 내로 운반하는 GLUT4(glucose transporter 4)의 발현수 준 또한 현저히 낮다 [15]. 최근에 골격근 미토콘드리아의 가능 이상과 인슐린 저항성에 대한 연구가 활발히 이루어지고 있으나 이를 지지할 뚜렷한 연구결과는 아직까지 드문 실정이다 [3,6]. 유산소운동이 심근경색유발 흰쥐의 심근 미토콘드리아 기능 에 미치는 연구에서 운동수행 후에 심근 미토콘드리아의 기능이 개선되었으며, 이때 운동수행 후에 핵산의 PGC-1ɑ 발현 증가가 병리적 대사를 억제함으로써 미토콘드리아 기능의 회복에 영향 을 미쳤을 것으로 생각 한다 [12]. 특히 산화스트레스의 연속반응 에 대한 최근의 연구에 따르면 PGC-1ɑ는 미토콘드리아의 활성 단백질들을 조절하는 key 조절자로서 유산소운동 후에 PGC-1ɑ 의 발현이 유의하게 증가하였다 [13,39]. 본 연구에서 트레드밀운 동 후 근육세포의 미토콘드리아에서 발현하는 PGC-1ɑ의 발현 정 도는 통제집단(CON)과 당뇨집단(D.M) 및 당뇨운동집단(D.M-Ex) 사이에 집단 간 유의한 차이를 나타내며[(2, 27)=313.656, p=.000], 당뇨집단에 비해 당뇨운동집단의 발현이 유의하게 증가하여 선 행연구와 유사한 결과를 나타냈다(p<.05). 300 김상배, 김종오, 윤진환, 김대성, 이상학
AMPK는 모든 진핵세포에서 발견되는 고도로 잘 발달된 세포 의 에너지 감지기로서 세포의 낮은 ATP 에너지 준위에 반응하는 세포의 주요 조절자이다 [28]. AMPK는 세포스트레스, 운동 및 세 포대사에 영향을 주는 호르몬과 같은 다양한 자극에 반응하여 활성화 된다 [39]. 세포의 성장과 생합성 과정을 억제하는 에너지 스트레스에 반응하는 AMPK는 골격근에서 세포의 연료감지기로 작용하며 [29], 운동이나 다른 대사자극에 대한 반응으로 나타나 는 AMP 변화에 의해 활성화 된다 [20]. Lee-Young et al [19]은 일회 성 고강도 운동이 사람의 골격근섬유의 특정 형태에서 AMPK의 활성을 다르게 발현시킨다고 하였고, Jessen et al [11]과 Kristensen et al [16]은 운동이 AMPK의 강력한 활성인자로서 운동기와 운동 후에 단백질 turnover를 조절하는 조절인자로서 작용할 뿐만 아 니라 운동 시 세포내 에너지상태를 조절하는 중요한 조절자로서 작용하며, 운동시 AMPK의 발현이 높아진다고 하였다. 본 실험 결과 또한 트레드밀 운동수행 후에 통제집단(CON), 당뇨집단 (D.M), 당뇨운동집단(D.M-Ex) 사이의 AMPK 발현정도가 유의한 차이를 나타냈으며[(2, 27)=534.692, p=.000], 당뇨운동집단의 AMPK 발현 정도가 당뇨집단에 비하여 유의하게 높게 나타났다 (p<.05). 2형 당뇨환자에게 운동처방을 실시한 결과 운동을 실시하지 않은 집단에 비하여 세포내 미토콘드리아의 SOD 방출이 유의 하게 늘어 운동이 골격근 미토콘드리아의 내적 기능 변화에 긍 정적인 영향을 미치며 특히 이러한 변화는 골격근의 건강한 대 사에 중요한 요인이다 [9]. 말(horse)을 대상으로 한 염증 및 항 산화 상태의 생체지표에 대한 고강도 트레드밀 탈진운동 및 외 인성 SOD 보충제의 효과를 측정한 결과 SOD 보충제의 투여가 염증 및 항산화상태의 생체지표에 긍정적인 변화가 있음을 확 인하였다 [17]. Hey-Mogensen et al [9]은 10주간의 지구성운동이 미토콘드리 아 기능과 인슐린감수성 개선에 영향을 미쳤다고 하였으며, 지 구성운동과 저항성운동을 동시에 수행한 다른 연구에서도 이들 과 유사한 결과를 나타냈다 [10]. 본 연구결과 트레드밀 운동 후 에 통제집단(CON), 당뇨집단(D.M), 당뇨운동집단(D.M-Ex) 사이 의 SOD 발현 또한 유의한 차이를 나타냈으며[(2, 27)=879.669, p=.000], 당뇨집단(D.M)에 비해 당뇨운동집단(D.M-Ex)의 SOD 발 현이 유의하게 증가함을 알 수 있었다(p<.05). 이러한 결과는 운 동이 세포의 산화스트레스를 낮추어 당뇨병환자의 골격근과 심 근증 환자의 심근세포 SOD 발현수준을 높이고 당뇨병환자의 심 기능을 개선하였다는 선행연구와 유사한 결과를 나타냈다 [5,24,25]. Ⅳ. 결론 본 연구는 2형 당뇨 쥐를 실험동물로 하여 트레드밀 달리기 운동을 8주간 적용하였다. 실험 종료 후 골격근 조직을 적출하 여 조직세포의 PGC-1α, AMPK 및 SOD의 발현을 면역전기영동법 으로 정량화하여 다음과 같은 결과를 얻었다. 트레드밀운동 처치 후에 2형당뇨쥐의 골격근 PGC-1α, AMPK 및 SOD의 발현이 당뇨집단(D.M)에 비하여 당뇨운동집단 (D.M-Ex)에서 유의하게 높게 나타났다. 본 연구를 종합해볼 때. 트레드밀 운동이 미토콘드리아 DNA의 발현에 관여하는 당뇨관 련 단백질들의 기능 개선에 효과적이라고 할 수 있다. 뇌졸중을 비롯한 당뇨와 각종 성인병의 합병증으로 나타나는 병소의 원초 적인 핵심문제가 미토콘드리아의 기능과 관련되어 있다는 점에 서 미토콘드리아 연구에 많은 관심이 집중되고 있다. 따라서 향 후 연구는 미토콘드리아 단백질의 에너지대사와 미토콘드리아 apoptosis에 관한 연구가 지속적으로 이루어져야 할 것으로 사료 된다. References [1] Bedford JM (1976). Adaptations of the male reproductive tract and the fate of spermatozoa following vasectomy in the rabbit, rhesus monkey, hamster and rat. Biology of reproduction, 14(2): 118-142. [2] Bonnefond A, Froguel P, & Vaxillaire M (2010). The emerging genetics of type 2 diabetes. Trends in molecular medicine, 16(9): 407-416. [3] Bueno CR.Jr, Ferreira JC, Pereira MG, Bacurau AV, & Brum PC (2010). Aerobic exercise training improves skeletal muscle function and Ca2+ handling-related protein expression in sympathetic hyperactivity-induced heart failure. Journal of applied physiology (Bethesda, Md.: 1985), 109(3): 702-709. [4] Cadenas S, & Brand M (2000). Effects of magnesium and nucleotides on the proton conductance of rat skeletal-muscle mitochondria. Biochem.J, 348: 209-213. [5] Call JA, Chain KH, Martin KS, Lira VA, Okutsu M et al (2015). Enhanced skeletal muscle expression of extracellular superoxide dismutase mitigates streptozotocin-induced diabetic cardiomyopathy by reducing oxidative stress and aberrant cell signaling. Circulation.Heart failure, 8(1): 188-197. [6] CantC C, & Auwerx J (2010). Clking on PGC-1α to Inhibit Gluconeogenesis. Cell Metabolism, 11(1): 6-7. [7] Handschin C, & Spiegelman BM (2013). Peroxisome proliferator -activated receptor γ coactivator 1 coactivators, energy homeostasis, and metabolism. The Endocrine Society, 27(7): 유산소운동이 2형당뇨쥐 골격근 미토콘드리아의 PGC-1α, AMPK 및 SOD 발현에 미치는 영향 301
운동과학, 2015년, 제24권 제3호, 297-303 728-735. [8] Handschin C, Choi CS, Chin S, Kim S, Kawamori D et al (2007). Abnormal glucose homeostasis in skeletal muscle-specific PGC-1alpha knockout mice reveals skeletal muscle-pancreatic beta cell crosstalk. The Journal of clinical investigation, 117(11): 3463-3474. [9] Hey Mogensen M, Gram M, Jensen MB, Lund MT, Hansen CN et al (2015). A novel method for determining human ex vivo submaximal skeletal muscle mitochondrial function. The Journal of Physiology, 1113(10) : 1-43. [10] Hoppeler H (1986). Exercise-induced ultrastructural changes in skeletal muscle. International Journal of Sports Medicine, 7(4): 187-204. [11] Jessen N, Sundelin EI, & Møller AB (2014). AMP kinase in exercise adaptation of skeletal muscle. Drug discovery today, 19(7): 999-1002. [12] Jiang H, Wang Y, Sun L, He X, Zhao M et al (2014). Aerobic interval training attenuates mitochondrial dysfunction in rats post-myocardial infarction: roles of mitochondrial network dynamics. International journal of molecular sciences, 15(4): 5304-5322. [13] Johri A. Chandra A, & Beal MF (2013). PGC-1α, mitochondrial dysfunction, and Huntington's disease. Free Radical Biology and Medicine, 62: 37-46. [14] Kahn BB (1998). Type 2 diabetes: when insulin secretion fails to compensate for insulin resistance. Cell, 92(5): 593-596. [15] Kampmann U, Christensen B, Nielsen TS, Pedersen SB, Orskov L et al (2011). GLUT4 and UBC9 protein expression is reduced in muscle from type 2 diabetic patients with severe insulin resistance. PloS one, 6(11): e27854. [16] Kristensen DE, Albers PH, Prats C, Baba O, Birk JB et al (2015). Human muscle fibre type specific regulation of AMPK and downstream targets by exercise. The Journal of physiology, 593(8): 2053-2069. [17] Lamprecht ED, & Williams CA (2012). Biomarkers of antioxidant status, inflammation, and cartilage metabolism are affected by acute intense exercise but not superoxide dismutase supplementation in horses. Oxidative medicine and cellular longevity, 2012(10): 1140-1155. [18] Larsen S, Skaaby S, Helge JW, & Dela F (2014). Effects of exercise training on mitochondrial function in patients with type 2 diabetes. World journal of diabetes, 5(4): 482. [19] Lee-Young RS, Canny BJ, Myers DE, & McConell GK (2009). AMPK activation is fiber type specific in human skeletal muscle: effects of exercise and short-term exercise training. Journal of applied physiology (Bethesda, Md.: 1985), 107(1): 283-289. [20] Li Z (2010). Computational study of the influence of cyclic protecting groups in stereoselectivity of glycosylation reactions. Carbohydrate Research, 345(13): 1952-1957. [21] Liang H, & Ward WF (2006). PGC-1α: a key regulator of energy metabolism. Advances in physiology education, 30(4): 145-151. [22] Maassen JA, 'T Hart LM, Van Essen E, Heine RJ, Nijpels G et al (2004). Mitochondrial diabetes: molecular mechanisms and clinical presentation. Diabetes, 53 Suppl 1: S103-9. [23] McLennan SV, Heffernan S, Wright L, Rae C, Fisher E et al (1991). Changes in hepatic glutathione metabolism in diabetes. Diabetes, 40(3): 344-348. [24] Qin Z, Reszka KJ, Fukai T, & Weintraub NL (2008). Extracellular superoxide dismutase (ecsod) in vascular biology: an update on exogenous gene transfer and endogenous regulators of ecsod. Translational Research, 151(2): 68-78. [25] Saqib A, Prasad KR, Katwal AB, Sanders JM, Lye RJ et al (2011). Adeno-associated virus serotype 9-mediated overexpression of extracellular superoxide dismutase improves recovery from surgical hind-limb ischemia in BALB/c mice. Journal of vascular surgery, 54(3): 810-818. [26] Scarpulla RC (2008). Transcriptional paradigms in mammalian mitochondrial biogenesis and function. Physiological Reviews, 88(2): 611-638. [27] Scarpulla RC (2011). Metabolic control of mitochondrial biogenesis through the PGC-1 family regulatory network. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Cell Research, 1813(7): 1269-1278. [28] Shaw RJ, Kosmatka M, Bardeesy N, Hurley RL, Witters LA et al (2004). The tumor suppressor LKB1 kinase directly activates AMP-activated kinase and regulates apoptosis in response to energy stress. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 101(10): 3329-3335. [29] Shirwany NA, & Zou M (2010). AMPK in cardiovascular health and disease. Acta Pharmacologica Sinica, 31(9): 1075-1084. [30] Srivastava V, Rawall S, Vijayan V, & Khanna M (2009). Influenza a virus induced apoptosis: Inhibition of DNA laddering & caspase-3 activity by zinc supplementation in cultured HeLa cells. Indian J Med Res, 129: 579-586. [31] Stride N, Larsen S, Treebak JT, Hansen CN, Hey-Mogensen M et al (2012). 5'-AMP Activated Protein Kinase is Involved in the Regulation of Myocardial beta-oxidative Capacity in Mice. Frontiers in physiology, 3: 33. [32] Tiraby C, & Langin D (2005). [PGC-1alpha, a transcriptional coactivator involved in metabolism]. Medecine sciences: M/S (Paris), 21(1): 49-54. [33] Viollet B, Lantier L, Devin-Leclerc J, HCbrard S, Amouyal C et al (2009). Targeting the AMPK pathway for the treatment of Type 2 diabetes. Frontiers in bioscience (Landmark edition), 14: 3380. [34] Wilson L, Yang Q, Szustakowski JD, Gullicksen PS, & Halse R (2007a). Pyruvate induces mitochondrial biogenesis by a PGC-1 alpha-independent mechanism. American journal of physiology. Cell physiology, 292(5): C1599-605. [35] Wilson L, Yang Q, Szustakowski JD, Gullicksen PS, & Halse R 302 김상배, 김종오, 윤진환, 김대성, 이상학
(2007b). Pyruvate induces mitochondrial biogenesis by a PGC-1 α-independent mechanism. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 292(5): C1599-C1605. [36] Wohaieb SA, & Godin DV (1987). Alterations in free radical tissue-defense mechanisms in streptozocin-induced diabetes in rat. Effects of insulin treatment. Diabetes, 36(9): 1014-1018. [37] Yang P, Chen W, Chang F, Chen H, Lin C et al (2012). HepG2 cells infected with Klebsiella pneumoniae show DNA laddering at apoptotic and necrotic stages. Apoptosis, 17(2): 154-163. [38] Yu L, Qiu B, Nan F, & Li J (2010). AMPK activators as novel therapeutics for type 2 diabetes. Current topics in medicinal chemistry, 10(4): 397-410. [39] Zhang BB, Zhou G, & Li C (2009). AMPK: an emerging drug target for diabetes and the metabolic syndrome. Cell metabolism, 9(5): 407-416. 유산소운동이 2형당뇨쥐 골격근 미토콘드리아의 PGC-1α, AMPK 및 SOD 발현에 미치는 영향 303